Добірка наукової літератури з теми "Correction génique (CRISPR/Cas9)"

The clustered regularly interspaced short palindromic repeats (CRISPR)/associated protein 9 (CRISPR/Cas9) systems have emerged as a robust and versatile genome editing platform for gene correction, transcriptional regulation, disease modeling, and nucleic acids imaging. However, the insufficient transfection and off-target risks have seriously hampered the potential biomedical applications of CRISPR/Cas9 technology. Herein, we review the recent progress towards CRISPR/Cas9 system delivery based on viral and non-viral vectors. We summarize the CRISPR/Cas9-inspired clinical trials and analyze the CRISPR/Cas9 delivery technology applied in the trials. The rational-designed non-viral vectors for delivering three typical forms of CRISPR/Cas9 system, including plasmid DNA (pDNA), mRNA, and ribonucleoprotein (RNP, Cas9 protein complexed with gRNA) were highlighted in this review. The vector-derived strategies to tackle the off-target concerns were further discussed. Moreover, we consider the challenges and prospects to realize the clinical potential of CRISPR/Cas9-based genome editing.

Amyotrophic lateral sclerosis (ALS) is a neurodegenerative disease caused by the death of motor neurons in the spinal cord and brainstem. ALS has a diverse genetic origin; at least 20 genes have been shown to be related to ALS. Most familial and sporadic cases of ALS are caused by variants of the SOD1, C9orf72, FUS, and TARDBP genes. Genome editing using clustered regularly interspaced short palindromic repeats/CRISPR-associated system 9 (CRISPR/Cas9) can provide insights into the underlying genetics and pathophysiology of ALS. By correcting common mutations associated with ALS in animal models and patient-derived induced pluripotent stem cells (iPSCs), CRISPR/Cas9 has been used to verify the effects of ALS-associated mutations and observe phenotype differences between patient-derived and gene-corrected iPSCs. This technology has also been used to create mutations to investigate the pathophysiology of ALS. Here, we review recent studies that have used CRISPR/Cas9 to understand the genetic underpinnings of ALS.

The CRISPR-Cas9 system is an emerging therapeutic tool with the potential to correct diverse genetic disorders. However, for gene therapy applications, an efficient delivery vehicle is required, capable of delivering the CRISPR-Cas9 components into the cytosol of the intended target cell population. In this study, we optimized the formulation conditions of lipid nanoparticles (LNP) for delivery of ready-made CRISPR-Cas9 ribonucleic protein (RNP). The buffer composition during complexation and relative DOTAP concentrations were varied for LNP encapsulating in-house produced Cas9 RNP alone or Cas9 RNP with additional template DNA for gene correction. The LNP were characterized for size, surface charge, and plasma interaction through asymmetric flow field flow fractionation (AF4). Particles were functionally screened on fluorescent reporter cell lines for gene knock-out and gene correction. This revealed incompatibility of RNP with citrate buffer and PBS. We demonstrated that LNP for gene knock-out did not necessarily require DOTAP, while LNP for gene correction were only active with a low concentration of DOTAP. The AF4 studies additionally revealed that LNP interact with plasma, however, remain stable, whereby HDR template seems to favor stability of LNP. Under optimal formulation conditions, we achieved gene knock-out and gene correction efficiencies as high as 80% and 20%, respectively, at nanomolar concentrations of the CRISPR-Cas9 RNP.

Alzheimer’s disease (AD) is the most common dementia disorder. While genetic mutations account for only 1% of AD cases, sporadic AD resulting from a combination of genetic and risk factors constitutes >90% of the cases. Clustered Regularly Interspaced Short Palindromic Repeats (CRISPR)-associated protein (Cas9) is an impactful gene editing tool which identifies a targeted gene sequence, creating a double-stranded break followed by gene inactivation or correction. Although CRISPR/Cas9 can be utilized to irreversibly inactivate or correct faulty genes in AD, a safe and effective delivery system stands as a challenge against the translation of CRISPR therapeutics from bench to bedside. While viral vectors are efficient in CRISPR/Cas9 delivery, they might introduce fatal side effects and immune responses. As non-viral vectors offer a better safety profile, cost-effectiveness and versatility, they can be promising for the in vivo delivery of CRISPR/Cas9 therapeutics. In this minireview, we present an overview of viral and non-viral vector based CRISPR/Cas9 therapeutic strategies that are being evaluated on pre-clinical AD models. Other promising non-viral vectors that can be used for genome editing in AD, such as nanoparticles, nanoclews and microvesicles, are also discussed. Finally, we list the formulation and technical aspects that must be considered in order to develop a successful non-viral CRISPR/Cas9 delivery vehicle.

Leber congenital amaurosis (LCA), one of the leading causes of childhood-onset blindness, is caused by autosomal recessive mutations in several genes including RPE65. In this study, we performed CRISPR-Cas9–mediated therapeutic correction of a disease-associated nonsense mutation in Rpe65 in rd12 mice, a model of human LCA. Subretinal injection of adeno-associated virus carrying CRISPR-Cas9 and donor DNA resulted in >1% homology-directed repair and ~1.6% deletion of the pathogenic stop codon in Rpe65 in retinal pigment epithelial tissues of rd12 mice. The a- and b-waves of electroretinograms were recovered to levels up to 21.2 ± 4.1% and 39.8 ± 3.2% of their wild-type mice counterparts upon bright stimuli after dark adaptation 7 months after injection. There was no definite evidence of histologic perturbation or tumorigenesis during 7 months of observation. Collectively, we present the first therapeutic correction of an Rpe65 nonsense mutation using CRISPR-Cas9, providing new insight for developing therapeutics for LCA.

Rationale: Absence of dystrophin in Duchenne muscular dystrophy (DMD) results in the degeneration of skeletal and cardiac muscles. Owing to advances in respiratory management of patients with DMD, cardiomyopathy has become a significant aspect of the disease. While CRISPR/Cas9 genome editing technology holds great potential as a novel therapeutic avenue for DMD, little is known about the potential of DMD correction using CRISPR/Cas9 technology to mitigate cardiac abnormalities in DMD. Objective: To define the effects of CRISPR/Cas9 genome editing on structural, functional, and transcriptional abnormalities in DMD-associated cardiac disease. Methods and Results: We generated induced pluripotent stem cells from a patient with a deletion of exon 44 of the DMD gene (ΔEx44) and his healthy brother. We targeted exon 45 of the DMD gene by CRISPR/Cas9 genome editing to generate corrected DMD induced pluripotent stem cell lines, wherein the DMD open reading frame was restored via reframing or exon skipping. While DMD cardiomyocytes demonstrated morphological, structural, and functional deficits compared with control cardiomyocytes, cardiomyocytes from both corrected DMD lines were similar to control cardiomyocytes. Bulk RNA-sequencing of DMD cardiomyocytes showed transcriptional dysregulation consistent with dilated cardiomyopathy, which was mitigated in corrected DMD cardiomyocytes. We then corrected dysfunctional DMD cardiomyocytes by adenoviral delivery of Cas9/gRNA and showed that correction of DMD cardiomyocytes postdifferentiation reduces their arrhythmogenic potential. Single-nucleus RNA-sequencing of hearts of DMD mice showed transcriptional dysregulation in cardiomyocytes and fibroblasts, which in corrected mice was reduced to similar levels as wild-type mice. Conclusions: We show that CRISPR/Cas9-mediated correction of DMD ΔEx44 mitigates structural, functional, and transcriptional abnormalities consistent with dilated cardiomyopathy irrespective of how the protein reading frame is restored. We show that these effects extend to postnatal editing in induced pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes and mice. These findings provide key insights into the utility of genome editing as a novel therapeutic for DMD-associated cardiomyopathy.

Recently, the clustered regularly interspaced short palindromic repeats (CRISPR) system has emerged as a powerful customizable artificial nuclease to facilitate precise genetic correction for tissue regeneration and isogenic disease modeling. However, previous studies reported substantial off-target activities of CRISPR system in human cells, and the enormous putative off-target sites are labor-intensive to be validated experimentally, thus motivating bioinformatics methods for rational design of CRISPR system and prediction of its potential off-target effects. Here, we describe an integrative analytical process to identify specific CRISPR target sites in the humanβ-globin gene (HBB) and predict their off-target effects. Our method includes off-target analysis in both coding and noncoding regions, which was neglected by previous studies. It was found that the CRISPR target sites in the introns have fewer off-target sites in the coding regions than those in the exons. Remarkably, target sites containing certain transcriptional factor motif have enriched binding sites of relevant transcriptional factor in their off-target sets. We also found that the intron sites have fewer SNPs, which leads to less variation of CRISPR efficiency in different individuals during clinical applications. Our studies provide a standard analytical procedure to select specific CRISPR targets for genetic correction.

L’édition du génome utilisant CRISPR/Cas9 est récemment apparue comme une stratégie thérapeutique potentielle des maladies génétiques. Pour les mutations dominantes de type gain de fonction, la correction allèle-spécifique pourrait être l'approche la plus appropriée. Ici, nous avons testé l'inactivation ou la correction d'une mutation hétérozygote du gène de la dynamine 2 (DNM2) causant la forme autosomique dominante de la myopathie centronucléaire (CNM). Des ARN-guides tronqués ciblant spécifiquement l'allèle muté ont été testés sur des cellules de patients et des myoblastes d'un modèle murin. L'allèle muté a été ciblé avec succès et des clones ont été obtenus avec inactivation ou correction précise du génome. Les myoblastes Dnm2R465W/+ ont montré une altération de l'endocytose et de l'autophagie. L'inactivation ou la correction allèle-spécifique a normalisé ces phénotypes. L'allèle muté a également été ciblé avec succès dans les muscles de la souris Dnm2R465W/+. Ces résultats illustrent le potentiel de CRISPR/Cas9 à cibler et corriger de manière allèle-spécifique les mutations ponctuelles hétérozygotes de type de gain de fonction
Genome editing with the CRISPR/Cas9 technology has emerged recently as a potential strategy for therapy in genetic diseases. For dominant mutations linked to gain-of-function effects, allele-specific correction may be the most suitable approach. Here we tested allele-specific inactivation or correction of a heterozygous mutation in the Dynamin 2 (DNM2) gene causing the autosomal dominant form of centronuclear myopathies (CNM). Truncated single guide RNAs targeting specifically the mutated allele were tested on cells derived from a mouse model and patients. The mutated allele was successfully targeted in patient fibroblasts and Dnm2R465W/+ mouse myoblasts, and clones were obtained with both precise genome correction or inactivation. Dnm2R465W/+ myoblasts showed an alteration in transferrin uptake and autophagy. Specific inactivation or correction of the mutated allele rescued these phenotypes. The mutated allele was also successfully targeted in Dnm2R465W/+ mouse muscles. These findings illustrate the potential of CRISPR/Cas9 to target and correct heterozygous point mutations leading to a gain-of-function effect in an allele-specific manner

L’édition du génome utilisant CRISPR/Cas9 est récemment apparue comme une stratégie thérapeutique potentielle des maladies génétiques. Pour les mutations dominantes de type gain de fonction, la correction allèle-spécifique pourrait être l'approche la plus appropriée. Ici, nous avons testé l'inactivation ou la correction d'une mutation hétérozygote du gène de la dynamine 2 (DNM2) causant la forme autosomique dominante de la myopathie centronucléaire (CNM). Des ARN-guides tronqués ciblant spécifiquement l'allèle muté ont été testés sur des cellules de patients et des myoblastes d'un modèle murin. L'allèle muté a été ciblé avec succès et des clones ont été obtenus avec inactivation ou correction précise du génome. Les myoblastes Dnm2R465W/+ ont montré une altération de l'endocytose et de l'autophagie. L'inactivation ou la correction allèle-spécifique a normalisé ces phénotypes. L'allèle muté a également été ciblé avec succès dans les muscles de la souris Dnm2R465W/+. Ces résultats illustrent le potentiel de CRISPR/Cas9 à cibler et corriger de manière allèle-spécifique les mutations ponctuelles hétérozygotes de type de gain de fonction
Genome editing with the CRISPR/Cas9 technology has emerged recently as a potential strategy for therapy in genetic diseases. For dominant mutations linked to gain-of-function effects, allele-specific correction may be the most suitable approach. Here we tested allele-specific inactivation or correction of a heterozygous mutation in the Dynamin 2 (DNM2) gene causing the autosomal dominant form of centronuclear myopathies (CNM). Truncated single guide RNAs targeting specifically the mutated allele were tested on cells derived from a mouse model and patients. The mutated allele was successfully targeted in patient fibroblasts and Dnm2R465W/+ mouse myoblasts, and clones were obtained with both precise genome correction or inactivation. Dnm2R465W/+ myoblasts showed an alteration in transferrin uptake and autophagy. Specific inactivation or correction of the mutated allele rescued these phenotypes. The mutated allele was also successfully targeted in Dnm2R465W/+ mouse muscles. These findings illustrate the potential of CRISPR/Cas9 to target and correct heterozygous point mutations leading to a gain-of-function effect in an allele-specific manner

L'Epidermolyse bulleuse simplex (EBS) est une maladie cutanée principalement causée par des mutations dominantes dans les gènes codant les kératines 5 (KRT5) ou 14 (KRT14). Elle se caractérise notamment par la présence de cloques causées par un décollement de l'épiderme et une inflammation cutanée. D'un point de vue génétique, les mutations vont altérer l'assemblage du réseau de filaments intermédiaires de kératines dans les kératinocytes basaux de l'épiderme et entrainer une cytolyse cellulaire d'où la formation de cloques intra épidermiques. Il n'existe actuellement aucune approche thérapeutique efficace. La compréhension de la maladie et le développement de thérapies, ont été entravées par le manque de modèles cellulaires humains et murins relevant.Ainsi, l'objectif général de ma thèse a consisté à exploiter les propriétés des cellules souches induites à la pluripotence (hiPSc) pour modéliser l'EBS. Dans ce but, nous avons généré des kératinocytes à partir d'hiPSc provenant de patients EBS porteurs de mutations dans le gène KRT5 (Ker-EBS), et de patients sains (Ker-WT). La comparaison des Ker-EBS et Ker-WT nous a permis de montrer que les Ker-EBS récapitulent les principaux phénotypes associés à l'EBS à savoir une diminution de la prolifération cellulaire, une augmentation de la migration cellulaire, une altération des voies de signalisation (ERK et JNK), ainsi que des agrégats de filaments intermédiaires de kératines dans le cytoplasme, tel qu'observé dans kératinocytes primaires de l'EBS. Ces résultats démontrent que notre modèle cellulaire dérivés d'hiPSc est relevant pour l'étude de l'EBS.Afin d'identifier de nouveaux mécanismes moléculaires, une analyse trancriptomique comparant les Ker-EBS aux Ker-WT, a mis en évidence 138 gènes dérégulés, révélant un enrichissement dans les processus liés à la matrice extracellulaire, au packaging de l'ADN et à la réponse inflammatoire. La composante inflammatoire dans l'EBS n'ayant été que peu décrite, la suite de mes travaux a consisté à étudier le phénotype cytokinique pro-inflammatoire. Ainsi, nous avons pu démontrer, une augmentation de l'expression de l'IL-1α, IL-1β, IL-6, IL-8 (CXCL8), CXCL5, CXCL10, CXCL11, CCL5 dans les Ker-EBS, au niveau ARN en condition basale ou stimulée à l'IFNγ pour mimer un contexte pro- inflammatoire. Seules les chemokines CXCL10 et CXCL11 sont secrétées à forte concentration dans le surnagent de culture des Ker-EBS stimulés ou non, démontrant l'implication de ces cytokines dans l'EBS. En parallèle, afin de s'affranchir des biais notamment dus au fond génétique, au sexe, à l'âge des patients et à l'épigénétique, nous avons généré une lignée de Ker-EBS isogénique (Ker-EBS corrigée) par la technique CRISPR-Cas9. Nous avons ainsi pu démontrer que la lignée de Ker-EBS corrigée montrait une restauration du niveau d'expression des cytokines pro-inflammatoires citées précédemment, à un niveau proche des Ker-WT, confirmant un lien direct entre les mutations du gène KRT5 et la signature pro-inflammatoire. Pour conclure, notre nouveau modèle cellulaire nous a permis de reproduire les phénotypes pathologiques connus dans la littérature et de mettre en évidence une dérégulation de l'expression des cytokines pro-inflammatoire dans l'EBS, notamment CXCL10 et CXCL11. Enfin, l'ensemble de ces résultats font de ce modèle un outil pertinent pour permettre une meilleure compréhension des mécanismes moléculaires associés à la pathologie, notamment la composante inflammatoire, ce qui ouvre la voie à de nouvelles approches thérapeutiques
Epidermolysis bullosa simplex (EBS) is a skin disorder caused mainly by dominant mutations in genes coding for keratin 5 (KRT5) or 14 (KRT14) genes. It is characterized by the presence of blisters caused by epidermal detachment, and by other complications such as cutaneous inflammation. From a genetic point of view, the mutations will alter the assembly of the keratin intermediate filament network in basal keratinocytes of the epidermis, leading to cell cytolysis and the formation of intra-epidermal blisters. Currently no effective therapeutic approach it is available. Understanding of the disease and the development of therapies have been hampered by the lack and limitations of relevant human cell and mouse models.So, the general aim of my thesis was to exploit the properties of human induced pluripotent stem cells (hiPSc) to modelling EBS. For this purpose, we generate hiPSc-derived keratinocytes from EBS patients carrying KRT5 mutations (Ker-EBS), and from healthy patients (Ker-WT). Comparison of Ker-EBS and Ker-WT enabled to show that Ker-EBS recapitulates the main phenotypes associated with EBS, namely decreased cell proliferation, increased cell migration, altered signalling pathways (ERK and JNK), as well as aggregates of intermediate keratin filaments in the cytoplasm, as observed in primary EBS keratinocytes. These results demonstrate that our hiPSc-derived cell model is relevant for study EBS.In order to identify new molecular mechanisms, a trancriptomic analysis comparing Ker-EBS with Ker-WT revealed 138 deregulated genes, revealing an enrichment in processes linked to the extracellular matrix, DNA packaging and the inflammatory response. As the inflammatory component in EBS has been poorly described, my next step was to study the pro-inflammatory cytokine phenotype. Thus, we were able to demonstrate increased expression of IL-1α, IL-1β, IL-6, IL-8 (CXCL8), CXCL5, CXCL10, CXCL11, CCL5 in Ker-EBS, at RNA level under basal or IFNy-stimulated conditions to mimic a pro-inflammatory context. Only the chemokines CXCL10 and CXCL11 are secreted at high concentrations in the culture supernatants of stimulated and unstimulated Ker-EBS, demonstrating the involvement of these cytokines in EBS.In parallel, in order to avoid biases due to genetic background, gender, patient age and epigenetics, we generated an isogenic Ker-EBS line (corrected Ker-EBS) using the CRISPR-Cas9 technique. We were thus able to demonstrate that the corrected Ker-EBS line showed a restoration of the expression level of the pro-inflammatory cytokines mentioned above, to a level close to that of Ker-WT, confirming a direct link between mutations in the KRT5 gene and the pro-inflammatory signature.In conclusion, our new cellular model enabled us to reproduce the pathological phenotypes known in the literature, and to demonstrate deregulation of pro-inflammatory cytokine expression in EBS, notably CXCL10 and CXCL11. Taken together, these results make this model a relevant tool to allow a better understanding of the molecular mechanisms associated with the pathology, particularly the inflammatory component, paving the way for new therapeutic approaches

La thérapie génique est une stratégie thérapeutique prometteuse pour le traitement des maladies monogéniques. Si les premières approches, dites additives, ont reposées sur l’utilisation de vecteurs viraux, une part grandissante se tourne désormais vers l’édition génique. Celle-ci est permise par la mise au point de nouvelles générations d’endonucléases, et en particulier le système CRISPR-Cas9. Moins d’une décennie après sa caractérisation, le système CRISPR-Cas9 a permis de faire passer l’édition génique à un stade clinique. Toutefois, dans le même laps de temps, plusieurs interrogations ont été soulevées vis-à-vis de la génotoxicité pouvant être induite par la Cas9. Une littérature émergente pointe le risque de génotoxicité au site ciblé. Le travail de thèse présentée ici s’inscrit dans cette thématique. La première partie de l’étude a eu pour objectif de décrire la génotoxicité induite par une unique cassure double-brin faite par la Cas9. La caractérisation des effets a été faite à la fois à l’échelle nucléotidique, par le suivi de la balance HDR / InDels, mais également à l’échelle du chromosome. Le suivi de l’intégrité chromosomique a permis de mettre en lumière un nouveau risque de génotoxicité encore non-caractérisé. Un système de détection sensible et spécifique de ce risque a été mis au point pour continuer de le caractériser. Le second objectif a été de répondre aux limites soulevées par la génotoxicité non-voulus, en mettant au point une méthode d’édition génique plus sûre et aussi efficace, via l’utilisation d’une unique cassure simple-brin par la Cas9D10A -nickase
Gene therapy is a promising therapeutic strategy for the monogenic diseases treatment. If the first approaches, called additive, have relied on the use of viral vectors, a growing share is now turning to gene editing. Less than a decade after its characterization, the CRISPR-Cas9 system has moved gene editing to a clinical stage. However, in the same period of time, several questions have been raised regarding the genotoxicity that can be induced by Cas9. An emerging literature points to the risk of genotoxicity at the targeted site. The thesis work presented here is part of this theme. The first part of the study aimed to describe the genotoxicity induced by a single double-stranded break made by Cas9. Characterization of the effects was done both at the nucleotide level, by monitoring the HDR / InDels balance, but also at the chromosome scale. The monitoring of chromosomal integrity has brought to light a new risk of genotoxicity that was not characterized. A sensitive and specific detection system for this risk has been developed to further characterize it. The second objective was to address the limitations of unwanted genotoxicity by developing a safer and more efficient gene editing method through the use of a single single-stranded breakage by Cas9D10A-nickase

L’adrénoleucodystrophie liée à l’X (X-ALD) est une maladie neurodégénérative sévère caractérisée par une accumulation d’acides gras à très longue chaîne (AGTLC), conséquence d’un défaut de β-oxydation peroxysomale. La maladie est associée à l’absence de la protéine ABCD1, transporteur ABC du peroxysome qui, tout comme son homologue le plus proche, ABCD2, participe à l’import des AGTLC-CoA au sein du peroxysome, l’unique site de leur dégradation par β-oxydation. La compréhension des mécanismes physiopathologiques est aujourd’hui limitée par le manque de modèles expérimentaux pertinents, cellulaires ou animaux. Puisque le défaut peroxysomal dans la microglie apparait comme un événement pathogénique majeur, nous avons généré des lignées de cellules microgliales incapable de transporter et/ou β-oxyder les AGTLC au sein du peroxysome. Quatre lignées cellulaires microgliales BV-2 déficientes en ABCD1, ABCD2, ABCD1 et ABCD2 ou ACOX1 (l’enzyme limitante de la β-oxydation peroxysomale) ont ainsi été générées par édition génique par CRISPR-Cas9. Ces cellules déficientes présentent d’importants défauts biochimiques, une accumulation d’AGTLC mais aussi des changements des contenus en acides gras et cholestérol. Les analyses ultrastructurales effectuées démontrent l’existence d’importantes inclusions lipidiques et indiquent également une augmentation du nombre de peroxysomes et mitochondries dans ces cellules. Les profils transcriptomiques signalent des altérations de la plasticité de ces cellules microgliales et de leur capacité de reprogrammation métabolique en réponse à un stimulus inflammatoire. Les fonctions de phagocytose ou de présentation antigénique des cellules microgliales semblent être affectées par le défaut peroxysomal. Enfin, les résultats obtenus à l’aide de ces modèles suggèrent que l’altération du métabolisme lipidique peroxysomal modifie l’organisation des membranes cellulaires. Ces lignées cellulaires apparaissent donc comme des modèles prometteurs, d’un grand intérêt pour la compréhension de la physiopathologie et l’identification de cibles thérapeutiques de cette maladie neurodégénérative complexe
X-linked adrenoleukodystrophy (X-ALD) is a severe neurodegenerative disorder characterized by very-long-chain fatty acid (VLCFA) accumulation resulting from a peroxisomal β-oxidation defect. The disease is caused by mutations in the ABCD1 gene, which encodes for a peroxisomal half ABC transporter predicted, like its closest homologue ABCD2, to participate in the entry of VLCFA-CoA into the peroxisome, the unique site of their β-oxidation. Progress in understanding the physiopathogenesis of X-ALD suffers from the lack of appropriate cell and animal models. Since peroxisomal defects in microglia seem to be a key element of the onset of the disease, we generated four microglial cell lines unable to transport and/or β-oxidize VLCFA into the peroxisome. BV-2 microglial cells were engineered with CRISPR-Cas9 to generate four microglial cell lines deficient in ABCD1, ABCD2, both ABCD1 and ABCD2 or ACOX-1 (the first rate-limiting enzyme of the peroxisomal β-oxidation system). Biochemical defects and lipid content changes associated with VLCFA accumulation but also fatty acids and cholesterol changes were identified in deficient microglia. Ultrastructural investigations confirmed cytosolic lipid inclusions and an increased number of peroxisome and mitochondria. Transcriptomic profiles of deficient microglia are indicative of an impaired plasticity and an impaired capacity to operate the metabolic shift required upon an inflammatory stimulation. Peroxisomal defect is likely to affect phagocytosis and antigen presentation capacity of microglia. Peroxisomal lipid metabolism defect is also suggested to modify cell membranes organization. Altogether, these novel mutant cell lines represent a promising model that should permit identification of new therapeutic targets for this complex neurodegenerative disease

Le système CRISPR-Cas9 a révolutionné le monde de la génétique. Il est aujourd’hui utilisé dans de nombreux domaines de recherches comme la médecine, l’agronomie, l’environnement etc. Il commence également à être utilisé en clinique. Cependant, depuis quelques années, de plus en plus d’études soulignent les risques génotoxiques de la nucléase Cas9. Alors que les premières études s’intéressaient au manque de spécificité et aux risques hors cibles du système et que des solutions ont été apportées, les nouvelles constatations pointent du doigt les risques de génotoxicité au locus ciblé. En effet, des risques d’apparition d’insertions/délétions non voulue au locus lors d’expériences d’HDR, d’inversion de séquences, de larges délétions chromosomiques terminales ont été décrits. Le travail de thèse présenté ici a pour but de trouver des solutions contre ces évènements génotoxiques au locus ciblé. Dans un premier temps, nous avons développé des solutions dans les lignées cellulaires, et les cellules souches hématopoïétiques en développant le système nickase, puis nous nous sommes intéressés aux cellules humaines pluripotentes induites avec l’utilisation d’un guide allèle-spécifique. Enfin, nous avons mis au point un système sensible de détection des risques génotoxiques dans des cellules diploïdes immortalisées afin de mieux les caractériser. Bien que très efficace, CRISPR-Cas9 nucléase reste un outil à optimiser. Des contrôles qualités doivent être mis en place pour une utilisation correcte de ce nouvel outil révolutionnaire pour la biologie et ses limites doivent être connues pour mieux les maitriser
CRISPR-Cas9 system has revolutionized genetic world. Nowadays, it is used in various research domains as medicine, agronomy, environment… It is also involved in clinic. However, for a few years, more and more studies have underlined the Cas9 genotoxicity risks. As the first studies focused on the system lack of specificity and on its off-target risks, solutions were brought. Now, new ascertainments emphasize the on-target genotoxic risks. Indeed, non-desired insertions / deletions at the locus in HDR experiments, sequence inversions, large chromosomic truncations were described. The thesis work presented here, aims at finding solutions against these on-target genotoxic risks. In a first time, we have developed solutions in cell lines and hematopoietic stem cells with the nickase system development, and then we have focused on human induced pluripotent stem cells with the use of an allele-specific guide. Finally, we have worked out in sensitive detection genotoxic risks system in immortalized diploid cells to characterized them better. Quality controls must be set up to a correct use of this new biologic revolutionary tool and its limits must be known to controlled them better

L'intérêt de l’utilisation des vecteurs viraux comme le Adeno-Associated Virus recombinant (rAAV) dans la recherche pour le traitement des maladies génétiques a conduit à une évolution rapide des méthodes de production d'AAV au cours des deux dernières décennies (Ayuso et al., 2010). Leur large biodisponibilité in vivo et leur efficacité à long terme dans les tissus postmitotiques en font de bons candidats pour de nombreuses applications de transfert de gènes. En plus, la spécificité du traitement peut être augmentée lorsque le sérotype correct est choisi pour cibler un tissu spécifique. Parmi les méthodes de production actuellement utilisées, la tri-transfection de cellules embryonnaires humaines rénales 293 (HEK293) reste la plus populaire pour l'échelle de recherche; Et la production de rAAV médiée par des baculovirus pour des échelles plus importantes. L'importance croissante des vecteurs viraux dans l'application pratique de la thérapie génique exige l'amélioration des processus de production, en particulier en ce qui concerne les rendements et la pureté du produit final. Mon travail au cours de ces quatre années a été axé sur deux points principaux: (1) améliorer les processus biotechnologiques employés dans la production de rAAV pour la recherche et les échelles d'étude préclinique et (2) tester in vitro et in vivo les applications pour le rAAV dans le l’édition de genome. L'édition de gènes médiée par des nucléases spécialement conçues offre de nouveaux espoirs pour le traitement de plusieurs maladies héréditaires monogéniques. Récemment découvert, le système CRISPR Cas9 (Clustered Regular Interspaced Short Palindromic Repeats) fournit des outils importants nécessaires pour corriger les mutations par homologie. Notre modèle canonique est la souris mdx, un modèle animal naturel de la dystrophie musculaire de Duchenne (DMD). Les mutations DMD, qui conduisent à l'absence de protéine dystrophine, entraînent une myopathie progressive et fatale. Plusieurs stratégies, allant des stratégies pharmacologiques aux stratégies de saut-d’éxon, ont tenté de renverser le phénotype et ralentisser la progression de la maladie, mais les résultats ne sont pas encore satisfaisants. Ce nouvel et puissant outil d'édition de génome peut être vectorisé par rAAV. Les résultats de la première partie ont été publiés en 2015 et 2016 et seront présentés sous la forme d'articles et pour la deuxième partie, je présenterai les résultats préliminaires et les perspectives du travail qui se poursuivra dans le laboratoire
The interest of recombinant Adeno-Associated Virus (rAAV) vectors for research and clinical purposes in the treatment of genetic diseases have led to the rapid evolution of methods for AAV production in the last two decades (Ayuso et al., 2010). Their broad in vivo biodistribution and long-term efficacy in postmitotic tissues make them good candidates for numerous gene transfer applications. In addition, the specificity of the treatment can be increased when the right serotype is chosen to target a specific tissue. Among the production methods currently in use, tri-transfection of human embryonic kidney 293 (HEK293) cells remains the most popular for research scale; and rAAV production mediated by baculoviruses for larger scales. The increasing importance of viral vectors in the practical application of gene therapy demands the improvement of production processes, especially when it concerns the yields and purity of the final product. My work during these four years was focused in two main points: (1) improve biotechnological processes employed in rAAV production for research and pre-clinical study scales and (2) test in vitro and in vivo the applications for rAAV in the field of genome editing. Gene-editing mediated by engineered nucleases offers new hopes for the treatment of several monogenic inherited diseases. Recently discovered, the CRISPR (Clustered Regularly Interspaced Short Palindromic Repeats) Cas9 system provides important tools needed to correct by homology-directed repair mutations. Our canonical model is the mdx mouse, a naturally occurring animal model of Duchenne Muscular Dystrophy (DMD). DMD mutations, which lead to the absence of the protein dystrophin, results in a progressive and fatal myopathy. Several strategies, from pharmacological to exon-skipping strategies, have attempt to revert the phenotype and slow down the disease progress, however results are not yet satisfactory. This new and powerful genome editing tool can be vectorized by rAAV. Results for the first part were published in 2015 and 2016 and will be presented in the form of articles and for the second part I will present preliminary results and perspectives for the work that will be continued in the lab

L’épidermolyse bulleuse simplex (EBS) fait partie d’un regroupement de maladies héréditaires dont le tissu cible est la peau. Cette maladie dermatologique est causée par une mutation dans les gènes KRT5 ou KRT14, laquelle entraîne un problème au niveau de la formation des filaments intermédiaires de la kératine qui composent la peau. Un mésappariement au niveau des kératines 5 et 14 est responsable de l’apparition des symptômes de la maladie incluant la formation de cloques suite au trauma mécanique que subit la peau. Ces cloques entraînent d’importantes douleurs chez le patient, et de l’inflammation et de l’irritation. Actuellement, aucun traitement curatif n’est disponible pour soulager les patients atteints de la maladie. Depuis quelques années, les chercheurs utilisent des technologies pour modifier directement l’ADN des patients afin de réparer la mutation responsable de l’apparition des symptômes. Des technologies d’édition du génome telles que CRISPR/Cas9 constituent donc une avenue prometteuse pour le traitement de maladies héréditaires monogéniques comme l’EBS. Cette technologie permet de cibler un endroit précis dans le génome par la combinaison d’un ARN guide simple brin et d’une protéine Cas9. La réparation de l’ADN se fait par l’induction d’une coupure double brin de l’ADN par la protéine Cas9 et sa réparation par un fragment d’ADN donneur double ou simple brin. Ce projet a pour objectif principal de corriger les mutations causant l’EBS chez deux patients possédant des mutations hétérozygotes. Plus spécifiquement, ce projet de maîtrise a pour objectif d’optimiser la méthode permettant l’utilisation de CRISPR/Cas9 dans un contexte d’EBS. La technologie CRISPR/Cas9 a été utilisée sur des cellules HEK293T, permettant de démontrer que la Cas9 est en mesure d’induire une coupure double brin de l’ADN au site ciblé dans l’ADN. Ensuite, il a été démontré que la coupure de la Cas9 jumelée à l’utilisation d’un ADN double ou simple brin permet de réparer la coupure en réalisant de la recombinaison homologue. Le séquençage a permis de confirmer ces résultats. À ce jour, les résultats dans les cellules HEK293T se sont montrés concluants et ont permis d’initier les travaux dans les fibroblastes de patients.

La dystrophie Facio-Scapulo-Humérale est caractérisée par une faiblesse musculaire progressive et asymétrique. Elle affecte principalement les muscles faciaux, scapulaires et huméraux. L’association de plusieurs évènements épigénétiques à trois facteurs génétiques de la région subtélomérique du chromosome 4 résulte en un changement dans l’organisation chromatinienne la rendant permissive à l’expression aberrante des gènes de la région 4q35. Les myoblastes DFSH présentent des défauts de différenciation in vitro et des dérégulations dans des voies majeures comme celle de la réponse cellulaire au stress oxydant et de la différenciation myogénique. L’enjeu génétique et épigénétique complexe dans la DFSH et les limitations de la thérapie cellulaire dans son contexte laissent la DFSH jusque-là incurable. Toutefois les avancées dans les thérapies cellulaires et génétiques des myopathies ouvrent des horizons pour de futures applications dans le cadre de la DFSH.Le travail de thèse s’articule autour de trois thématiques. Premièrement, nous démontrons la faisabilité de la correction phénotypique et fonctionnelle des myotubes DFSH in vitro par la fusion de 50% de myoblastes normaux avec des myoblastes DFSH. Ensuite, nous évaluons deux approches d’édition génomique. Dans la première approche, nous ciblons le site de rattachement du chromosome 4 à la matrice nucléaire, FR-MAR avec la protéine CTCF à l’aide du système CRISPR/dCas9 en vue du rétablissement de l’organisation chromatinienne et de la fonction isolatrice de FR-MAR. Dans la deuxième, nous échangeons par translocation les régions homologues 4q35 et 10q26 dans le but de corriger les myoblastes DFSH comme les trois facteurs génétiques du locus 4q35 ne sont pathogéniques que sur un fond génétique lié au chromosome 4. Finalement, nous étudions le rôle du stress oxydant dans la DFSH
Facio-Scapulo-Humeral dystrophy is characterized by progressive and asymmetrical muscle weakness. It mainly affects the facial, scapular and humeral muscles. The association of several epigenetic events with three genetic factors of the subtelomeric region of chromosome 4 results in a chromatin organization modification making it permissive to the aberrant expression of genes in the 4q35 region. FSHD myoblasts exhibit differentiation defects in vitro and dysregulations in major pathways such as the cellular response to oxidative stress and myogenic differentiation. The limitations of cell therapy and the complex genetic and epigenetic interplay in FSHD leave it, till now, incurable. However advances in cellular and genetic therapies of myopathies open up new horizons for future applications in the FSHD context. The thesis work is structured around three themes. First, we demonstrate the feasibility of phenotypic and functional correction of FSHD myotubes in vitro by fusing 50% of normal myoblasts with FSHD myoblasts. Next, we evaluate two genomic editing approaches. In the first one, we target the site of attachment of chromosome 4 to the nuclear matrix, FR-MAR with the CTCF protein using the CRISPR / dCas9 system for the purpose of restoring the chromatin organization and the insulating function of FR-MAR. In the second one, we exchange the homologous regions 4q35 and 10q26 by translocation in order to correct the FSHD myoblasts as the three genetic factors of the 4q35 locus are pathogenic only on a genetic background linked to chromosome 4. Finally, we study the role of the oxidative stress in the FSHD

La dystrophie musculaire est une maladie génétique monogénique récessive liée au chromosome X. Elle atteint 1 garçon sur 3500 naissances mâles. Le garçon atteint de la maladie présente des troubles de la locomotion à l’âge de 3-4 ans et la perd vers l’âge de 11 ans. La mort survient entre 18-30 ans suite à des complications cardio-pulmonaires. Il n’existe pas à ce jour un traitement curatif efficace contre cette grave maladie. Nous avons développé une approche de thérapie génique appelée CRISPR-induced deletion (CinDel) pour corriger le gène DMD muté. Elle utilise deux ARNg qui ciblent les exons précédant et suivant la délétion responsable du décalage du cadre de lecture. La reconnaissance des sites ciblés par les deux ARNg permet le recrutement de la nucléase Cas9 qui génère des coupures double-brin. Les séquences exoniques et introniques situées entre les deux coupures sont ensuite délétées. Les restes des exons sont joints par la recombinaison non homologue (NHEJ) pour produire un exon hybride, rétablir le cadre de lecture et permettre la synthèse d’un edystrophine tronquée ayant une structure correcte des répétitions de type spectrine (Spectrin-Like Repeat: SLR) et des heptades. Cette approche CinDel a été utilisée dans le cadre de ce projet d’abord pour corriger le gène DMD muté dans les myoblastes d’un patient avec une délétion des exons 51-53. Les exons 50 et 54 ont été ciblés avec deux ARNg et la Spcas9 pour produire des coupures double-brin et déléter les séquences situées entre ces deux sites et produire par NHEJ un exon hybride 50-54. L’approche a également permis de corriger in vivo le gène DMD muté dans le modèle animal, la souris transgénique avec un gène DMD humain ayant une délétion de l’exon 52 (del52hDMD) en utilisant un vecteur viralAAV9 contenant le gène SpCas9 et deux ARNgs. Pour vérifier la localisation par rapport au sarcolemme de la dystrophine tronquée avec ou sans une structure correcte des SLR et des heptades, nous avons électroporé les muscles Tibialis anteriorde souris mdx/mdx avec des plasmides codant pour les gènes normal et tronqué de la dystrophine fusionnée avec le gène de l’EGFP. Les résultats de cette expérience montrent que les dystrophines tronquées et normale se localisent correctement sous le sarcolemme. En vue de réprimer efficacement le gène de la SpCas9 et éviter son expression prolongée qui peut être à la base de coupures aléatoires et inattendues (off-target effects) dans le génome, nous avons mis au point une méthode de répression appelée Hara-Kiri moléculaire. Elle utilise la méthode CinDel et consiste à cibler deux régions du gène de SpCas9 avec deux ARNg. Le recrutement de la nucléase permet à celle-ci de couper son propre gène (Hara-Kiri). La séquence située entre les deux sites de coupures est délétée. Par NHEJ, les restes du gène de SpCas9 sont joints en générant un codon stop TAA au point de jonction. Cette approche a permis de réprimer efficacement le gène de SpCas9 in vitro et in vivo
Duchenne Muscular Dystrophy (DMD) is an X-linked genetically recessive genetic disorder. It affects 1 boy out of 3500 male births. The boy with the disorder presents walking disorders at the age of 3-4 years and loses it around the age of 11. Death occurs around 18-30 years of age from cardiopulmonary complications. To date, there is no effective cure for this serious disease. We have developed a gene therapy approach called CRISPR-induced deletion (CinDel) to correct the mutated DMD gene. It uses two gRNAs that target the exons preceding and following the deletion responsible for the frame shift. The recognition of the target sites by the two gRNAs allows the recruitment of the Cas9 nuclease, which generates double-strand breaks. The exonic and intronic sequences located between the two cuts are then deleted and the remains of the exons are fused by Non-Homologous End Joining (NHEJ) to produce a hybrid exon and restore the reading frame and to allow the synthesis of the truncated dystrophin with correct SLR structure and heptads. The CinDel approach was used in this project to correct the mutated DMD gene in the myoblasts of a patient with a 51-53 deletion. Exons 50 and 54 were targeted by SpCas9 and two gRNAs and to produce double strand breaks, delete the sequences between the two cleavage sites and produce a hybrid exon 50-54 by NHEJ. This restored the normal reading frame and allowed the expression of truncated dystrophin in the patient's myotubes. The approach also made it possible to correct in vivo the mutated DMD gene in the animal model, the transgenic mouse with a human DMD gene having a deletion of exon 52 (del52hDMD) using an AAV9 viral vector containing the SpCas9 gene and two ARNgs. To verify the location with respect to the sarcolemma of truncated dystrophin with or without a correct SLR structure and heptads, we electroporated the Tibialis anterior muscles of mdx/mdx mice with the plasmids encoding the normal or the truncated dystrophin gene fused with the eGFP gene. The results of this experiment show that truncated and normal dystrophins were well localized under sarcolemma. In order to effectively repress the SpCas9 gene and avoid its prolonged expression that may be the basis of random and unexpected (off-target effects) cuts in the genome, we have developed a method of repression called molecular Hara-Kiri. It uses the CinDel method and consists of targeting two regions of the SpCas9 gene with two gRNAs. Recruiting nuclease allows it to cut its own gene (Hara-Kiri). The sequence between the two cleavage sites is deleted. The residues of the SpCas9 gene are then joined by NHEJ generating a TAA stop codon at the junction point. This approach effectively repressed the SpCas9 gene in vitro and in vivo.

AbstractIn the original version of this book, chapter 16 was published non-open access. It has now been changed to open access under a CC BY 4.0 license and the copyright holder has been updated to “The Author(s).” This book has also been updated with these changes.