Academic literature on the topic 'Ingénierie des Génomes'

L’avènement des nucléases programmables, et de CRISPR-Cas9 en particulier, constitue une réelle rupture technologique dans le domaine de l’ingénierie génétique. Le principe de ces méthodes est relativement simple. Il consiste en premier lieu à générer des cassures double-brin au niveau de régions très précises d’une séquence cible (ADN d’une cellule somatique, germinale, embryonnaire, iPS...). Ces cassures sont ensuite réparées par des mécanismes cellulaires pouvant conduire à l’inactivation des régions modifiées (knock-out, ou KO), ou à l’insertion, par recombinaison homologue, d’un fragment de séquence modèle apporté à la cellule (knock-in, ou KI). Les domaines d’application de ces techniques sont très nombreux : recherche fondamentale, thérapie génique, ingénierie écologique, biotechnologies industrielles, agriculture, etc. Elles ont d’ores et déjà été utilisées à de multiples reprises dans les espèces animales d’élevage. Des exemples d’applications visant à améliorer la santé des animaux (induction de résistances pour des maladies infectieuses à fort impact économique, et/ou à fort potentiel zoonotique), à éviter des pratiques d’élevage compromettant le bien-être animal (écornage, élimination systématique de poussins mâles), ou à modifier les produits (lait, œufs, viande) dans le but d’améliorer leur valeur santé (réduction des allergies), ou nutritionnelle, sont présentés. Le déploiement de ces méthodes soulève de multiples questions (techniques, réglementaires, économiques, éthiques...) qui sont discutées.

L’avènement des nucléases programmables, notamment de CRISPR-Cas9, constitue une rupture technologique dans le domaine de l’ingénierie génétique. Le principe de ces méthodes est simple : il consiste à générer des cassures au niveau de séquences d’ADN cibles dans des cellules d’intérêt. Ces cassures sont ensuite réparées par un mécanisme de ligation non-homologue des extrémités pouvant conduire à l’inactivation d’un gène de la région modifiée, ou par recombinaison homologue permettant l’insertion d’un fragment de séquence apporté aux cellules. Les domaines d’application sont très nombreux : recherche fondamentale, thérapie génique, ingénierie écologique, biotechnologies, agriculture... Des exemples d’applications visant à améliorer la santé des animaux, à améliorer le bien-être animal ou l’éthique de la production, ou à modifier les produits pour une meilleure valeur santé ou nutritionnelle, sont présentés. L’utilisation de ces méthodes soulève de multiples questions (techniques, réglementaires, économiques, éthiques...) qui sont discutées.

Une stratégie d'innovation en biotechnologie consiste en la construction d'un châssis cellulaire suffisamment simple pour être opérable et optimisé pour la production de composés d'intérêt. Cette stratégie nécessite l'utilisation d'outils génétiques d'ingénierie des génomes efficaces, robustes et multiplexables. Les bactéries modèles à Gram négatif disposent de multiples outils génétiques d'origine phagique, mais ce n'est pas le cas pour les bactéries à Gram positif. Ce travail vise à mettre au point des approches méthodologiques permettant de manipuler et d'étudier l'ensemble du génome de bactériophages, en particulier celui du phage SPP1 de Bacillus subtilis. SPP1 est l'un des bactériophages lytiques le mieux caractérisés de la famille des siphovirus. Néanmoins, de nombreuses questions sur la fonction et l'essentialité de ses gènes, sa transcription, sa réplication et son encapsidation restent sans réponse.Deux collections complémentaires de mutants ont été construites. La première est une collection de souches de B. subtilis, chacune possédant un ou plusieurs gènes phagiques intégrés au chromosome bactérien et dont l'expression est inductible. La toxicité des protéines virales pour B. subtilis a ainsi été testée pour 82 mutants. Environ 23% des mutants ont montré un phénotype affecté par l'expression des gènes phagiques. Par exemple concernant des gènes de fonction inconnue, l'expression de gp29.1 réduit le taux de croissance de manière dose-dépendent, et celle de gp37.1-37.2 induit une filamentation cellulaire.La seconde collection ce sont des phages semi-synthétiques de SPP1, chacun délété pour un ou plusieurs gènes. Une méthode de délétion par assemblage in vitro de fragments du génome de SPP1 a été mise au point, et chaque mutant a été propagé dans la souche provenant de la première collection qui le trans-complémente. Le fitness de 36 mutants a été caractérisé au cours d'infection de B. subtilis. Environ 25% des gènes phagiques se sont avérés essentiels ou quasi-essentiels à la propagation du phage. A titre d'exemple, le mutant SPP1Δgp22, un gène impliqué dans l'assemblage de la queue du phage mais dont le rôle n'est pas encore élucidé, a montré une capacité de multiplication fortement réduite. Enfin, une méthode d'ingénierie in vivo du phage SPP1 par l'intermédiaire du système CRISPR-Cas9 a été développée et validée.Ces résultats ont permis de décrypter certaines interactions entre SPP1 et B. subtilis et serviront à terme à concevoir de nouveaux outils d'ingénierie génétique
A strategy to foster innovation in biotechnology relies on constructing cellular chassis strains with genomes appropriately streamlined for the desired application. Streamlining genomes requires the development of efficient and robust genetic tools for genome engineering. While Gram-negative model bacteria have multiple genetic tools of phage origin, this is not the case for Gram-positive bacteria. This work aims to pioneers methods and techniques for investigating and manipulating bacteriophage genomes, with a particular focus on the SPP1 phage from Bacillus subtilis. SPP1 is one of the best-characterized lytic bacteriophages in the siphovirus family. However, numerous questions persist regarding the function and essentiality of its genes, as well as the processes of SPP1 transcription, replication, and encapsidation.Two complementary libraries of mutants have been constructed. The first one is a library of B. subtilis mutant strains, each carrying one or more phage genes integrated into the bacterial chromosome, with inducible expression. The toxicity of viral proteins to B. subtilis was tested for 82 mutants. Approximately 23% of the mutants displayed altered phenotypes due to the expression of phage genes. For instance, regarding genes of unknown function, the expression of gp29.1 led to a dose-dependent reduction in growth rate, while gp37.1-37.2 expression induced cell filamentation.The second library is composed of semi-synthetic SPP1 phages, each deleted for one or more essential and non-essential genes. A deletion method by in vitro assembly of SPP1 genome fragments followed by host cell transformation was developed. Each phage mutant was built and propagated in the corresponding B. subtilis mutant strain from the first collection to allow for trans-complementation of the phage mutation. The fitness of 36 mutants was characterized during B. subtilis infection, revealing that around 25% of phage genes were found to be essential or nearly essential for phage propagation. For instance, the mutant SPP1 Δgp22, involved in the tail assembly but of unknown function, exhibited significantly reduced capacity for multiplication.Lastly, an in vivo engineering method of genomes of phages from Gram-positive bacteria using CRISPR-Cas9 was developed and validated.These results have helped decipher some interactions between SPP1 and B. subtilis and will ultimately contribute to the design of new genetic engineering tools

Un des défis de la biologie de synthèse (BS), est d’apporter des solutions nouvelles à des enjeux globaux majeurs (thérapeutiques/sanitaires, climatiques), en particulier via la construction de souches de production utiles, performantes et respectueuses de l’environnement.Bacillus subtilis (Bsu) est une bactérie Gram+ non pathogène utilisée en biotechnologie comme plateforme de production de molécules d’intérêt. Or, des études récentes ont établi que des souches de Bsu génétiquement modifiées permettaient d’obtenir une plus grande production de protéines recombinantes. Cela suggère que la production de châssis Bsu réduits pourrait être une étape importante dans l’amélioration des souches à visée industrielle.Le projet ANR Bacillus 2.0 dans lequel s’inscrit cette thèse, vise à transposer à Bsu des outils récents du domaine de la BS, et à mettre en place un pipeline efficace pour construire à haut débit des châssis modulables selon l’application biotechnologique. Ce pipeline rassemble les technologies suivantes : (i) design d’un génome synthétique (ii) assemblage de fragments d’ADN chevauchants au sein de la levure Saccharomyces cerevisiae (iii) isolement du génome et transplantation dans une cellule receveuse bactérienne et (iv) sélection et caractérisation des souches mutantes.Les objectifs de cette thèse étaient d’attester la faisabilité de ces méthodes, en tentant de cloner et maintenir le génome réduit de Bsu MPG192 (2,86 Mb) dans la levure, puis de le modifier avec les outils d’ingénierie disponibles chez S. cerevisiae. Dans un premier temps des stratégies déjà décrites dans la littérature ont été déployées afin de cloner le génome entier de Bsu, mais sont restées infructueuses. En nous basant sur une approche de TAR-Cloning, nous avons tenté de cloner plusieurs fragments obtenus par restriction du génome de Bsu. Initialement, seuls cinq fragments sur sept ont été clonés. L’incapacité à cloner le plus grand de ces fragments (1,50 Mpb) est vraisemblablement due à un manque d’ARS et/ou à sa taille. Concernant le second fragment, un ensemble de facteurs peuvent expliquer notre échec : à nouveau le manque d’ARS mais aussi, la présence de nombreux éléments répétés (7 opérons ribosomiques) ou l’expression délétère de ces gènes. Finalement, d’autres expérimentations ont permis de découper le génome en sous-fragments de tailles variables (6kb à 515kb) et ainsi de cloner en 21 morceaux la totalité du génome de Bsu MGP 192. Le TAR-Cloning imposant des contraintes dans le choix des sites de restriction, une nouvelle méthode de clonage, appelée CReasPy-Fusion, a été développée. Elle combine le système d’édition CRISPR-Cas9 et la fusion entre des sphéroplastes de levure et des cellules bactériennes. Comme preuve de concept, nous avons d’abord travaillé avec six espèces de mycoplasmes, et démontré qu’il est possible de cloner et modifier des génomes entiers. Cette approche a ensuite été transposée à Bsu, validant pour la première fois la fusion entre des sphéroplastes de levure et des protoplastes de bactéries Gram+. Elle a permis la capture précise d’un fragment d’environ 150kb.Bien que le génome entier de Bsu n’ait pas été cloné dans la levure à ce jour, plusieurs éléments critiques ont pu être identifiés. Tout d’abord, ces travaux soulignent l’importance de la méthode de clonage à adopter en fonction de l’organisme avec lequel on travaille. Ensuite, ils mettent en exergue l’existence de facteurs biologiques et techniques qui expliquent les difficultés actuelles et qui devront être pris en compte dans la suite des expérimentations. Enfin, ils ont permis le développement d’une nouvelle technique de clonage appelée CReasPy-Fusion, qui vient étoffer le catalogue des méthodes déjà décrites. Par sa versatilité, elle ouvre des perspectives pour la capture de grands fragments de génome, pour l’élimination de loci problématiques, ou encore, en appui à l’assemblage de fragments synthétiques
One of the major challenges in the synthetic biology (BS) field, is to provide new solutions to global issues (therapeutic/sanitary or climatic), in particular through the construction of useful, efficient and environmentally friendly production strains.The well-characterized, non-pathogenic, Gram+ bacterium Bacillus subtilis (Bsu), is widely used in industry as a biotechnological workhorse. Recent studies have established that mutant strains with modified genomes are able to produce larger amounts of recombinant proteins. This suggests that the production of rationally designed Bsu chassis could be an important step in the improvement of valuable strains for industrial purposes.This work was performed within the Bacillus 2.0's ANR project, which aims at applying SB tools for Bsu, and at developing an effective pipeline for the high-throughput construction of versatile Bsu chassis strains. Selected SB technologies for the pipeline include (i) the synthetic genome design, (ii) the in-yeast DNA assembly methods using Saccharomyces cerevisiae, (iii) the from-yeast whole genome isolation and transplantation (GT) to a recipient bacteria cell and, (iv) the characterization of recombinant strains.The objectives of this thesis were to ensure the feasibility of these methods using a Gram+ bacterium, by showing, in particular, that it was possible to clone and maintain in S. cerevisiae the genome of a minimal Bsu strain, MPG192 (2.86 Mbp) and to modify it using the large repertoire of yeast genetic tools. Our first attempts to clone the entire Bsu genome into yeast using already described methods failed. Using a TAR-Cloning approach, we then attempted to clone large DNA fragments obtained by restriction of the Bsu genome. In a first experiment, five out of seven fragments were cloned. Difficulties to clone the largest fragment (1.50 Mbp), are presumably related to its size, and/or the lack of ARS elements. Concerning the other fragment, several factors have been proposed to explain the cloning failure: again, an insufficient number of ARS elements, but also, the presence of many repeated sequences (7 ribosomal operons), and/or the deleterious expression of these genes. Finally with other experiments, the whole 2.86 Mb genome was cloned in 21 pieces ranging from 6 kbp to 515 kbp. As TAR-Cloning imposes constraints in the choice of restriction sites, a new cloning method, called CReasPy-Fusion, was developed. This method allows the simultaneous cloning and engineering of mega-sized genome in yeast using the CRISPR-Cas9 system, after direct bacterial cell to yeast spheroplast cell fusion. As a proof of concept, we demonstrated that the method can be used to capture a piece of genome, or to clone and edit the whole genome from six different Mycoplasma species. This method was then adapted to Bsu, showing for the first-time yeast spheroplast and Gram+ protoplast cell fusion. A fragment of ~150 kb has been successfully cloned in yeast.Even if, the entire Bsu genome has not yet been cloned in yeast, several critical elements have been identified. First of all, this work underlines the importance of the cloning method to be adopted depending on the organism of interest. Then, it emphasizes the existence of both biological and technical factors that explain current difficulties and that will have to be taken into account in subsequent experiments. Finally, it enabled the development of the new in-yeast cloning method called CReasPy-Fusion which expands the catalog of technics already described. Through its versatility, it opens up prospects for the capture of large genome fragments, the suppression of problematic loci, and to support the assembly of synthetic fragments

Un des objectifs de la biologie de synthèse est de concevoir et produire des organismes « à façon », pour des applications thérapeutiques et industrielles. Une des voies envisagées pour atteindre cet objectif repose sur des techniques de synthèse et de transplantation de génomes entiers, afin de créer des organismes mutants.Le but de cette thèse est de développer des outils de biologie de synthèse qui permettront de construire une cellule minimale et non pathogène, à partir de Mycoplasma pneumoniae. Cette bactérie est l'un des plus petits organismes vivants, avec une taille inférieure au micron et un génome de 816 kpb. Ce mycoplasme est l’un des plus étudiés, avec une collection de données génétiques et multi-« omiques » disponibles. Ces caractéristiques font de cette cellule naturellement « quasi minimale » un point de départ idéal pour la construction d’un châssis bactérien. Néanmoins, la manipulation génétique de ce mycoplasme est difficile, en raison du nombre restreint d'outils disponibles.Une approche récemment développée propose de contourner ces limitations en utilisant la levure Saccharomyces cerevisiae comme plateforme d’ingénierie du génome de M. pneumoniae. L’étape préliminaire à cette approche consiste à cloner le génome bactérien dans la levure. Pour ce faire, une cassette « éléments levure » est insérée dans le génome de M. pneumoniae, pour permettre son maintien comme chromosome artificiel. Les travaux menés au cours de cette thèse ont permis d’insérer cette cassette par le biais d’un transposon, et de cloner ce génome marqué dans la levure. La stabilité du génome cloné a ensuite été étudiée, mettant en évidence que le chromosome bactérien est maintenu durant une dizaine de passages. Nous avons ensuite développé une nouvelle stratégie d’insertion des « éléments levure » en utilisant le système CRISPR/Cas9 pour cloner et éditer simultanément un génome de mycoplasme chez la levure : le CReasPy-Cloning. Cette méthode a été utilisée pour supprimer trois loci différents contenant des gènes impliqués dans la virulence : MPN372 (toxine CARDS), MPN142 (protéine de cytoadhérence) et MPN400 (protéine bloquant les IgG). Elle a ensuite été utilisée pour en cibler deux puis trois en une seule étape.Une fois le clonage et l’ingénierie du génome bactérien réalisés dans la levure, il est nécessaire de pouvoir transférer le chromosome modifié dans une cellule receveuse, afin de produire une cellule mutante. Ce processus nommé transplantation de génome n’étant pas décrit pour M. pneumoniae, une part importante de cette thèse a été dédiée au développement de cet outil. Nous avons utilisé la transformation de plasmides comme mécanisme modèle pour étudier le processus d’entrée de l’ADN dans M. pneumoniae et tester l’utilisation du polyéthylène glycol, le réactif clé de la transplantation. Bien qu’ayant réussi à mettre au point un protocole de transformation de plasmides, nous n’avons pas réussi pour l’instant à réaliser la transplantation de génomes.En parallèle, nous avons développé une stratégie alternative d’édition de génome qui ne dépend pas de la transplantation. Cette approche, nommée « Genomic Transfer - Recombinase-Mediated Cassette Exchange » (GT-RMCE), consiste à capturer dans un vecteur une section du génome bactérien édité présent dans la levure. Ce vecteur est transformé dans M. pneumoniae, et grâce au système Cre-lox la section éditée est introduite dans le génome. Ce mécanisme permet de réaliser des modifications de grande ampleur, et est actuellement utilisé pour introduire chez M. pneumoniae les délétions ΔMPN372, ΔMPN400 et ΔMPN372-ΔMPN400 produites par CReasPy-cloning. Nous avons également utilisé le GT-RMCE pour générer une souche de M. pneumoniae portant deux copies de l’opéron ribosomal S10.Au final, les outils d’ingénierie du génome de M. pneumoniae développés au cours de cette thèse permettent de réaliser un pas significatif vers la construction de nouveaux châssis bactériens
A goal of synthetic biology is to create and produce “custom” organisms, for therapeutic and industrial applications. One of the contemplated approaches to achieve this goal is based on synthesis techniques and transplantation of whole genomes, in order to create mutant organisms.The aim of this thesis is to develop synthetic biology tools that will enable the construction of a minimal and non-pathogenic cell based on Mycoplasma pneumoniae. This bacterium is one of the smallest living organisms, with a size smaller than one micron and a genome of 816 kbp. This mycoplasma is one of the most studied, with a large set of genetic and multi- “omics” data available. These characteristics make this naturally “almost minimal” cell an ideal starting point for the construction of a bacterial chassis. Nevertheless, the genetic manipulation of this mycoplasma is difficult, due to the limited number of available tools.A recently developed approach offers the possibility to circumvent these limitations by using the yeast Saccharomyces cerevisiae as a genome engineering platform for M. pneumoniae. The preliminary step to this strategy is to clone the bacterial genome in yeast. To do so, a "yeast elements" cassette is inserted into the genome of M. pneumoniae, to allow its maintenance as an artificial chromosome. The work carried out during this thesis allowed us to insert this cassette through a transposon, and to clone this marked genome in yeast. Then, the stability of the cloned genome was studied, demonstrating that the bacterial chromosome is maintained during ten passages. We then developed a new strategy for the insertion of the "yeast elements", using the CRISPR/Cas9 system to simultaneously clone and edit a mycoplasma genome in yeast: the CReasPy-Cloning. This method was used to remove three different loci containing genes involved in virulence: MPN372 (CARDS toxin), MPN142 (cytoadherence protein) and MPN400 (IgG blocking protein). This method was also used to target two and then three different loci in one step.Once in-yeast cloning and bacterial genome engineering is achieved, it is necessary to transfer the modified chromosome into a recipient cell, to produce a mutant organism. This process, called genome transplantation, is not described for M. pneumoniae, so a significant part of this thesis was dedicated to the development of this tool. We used plasmid transformation as a model mechanism to study the process of DNA entry into M. pneumoniae and to test the use of polyethylene glycol, the key reagent for transplantation. Although we succeeded in developing a plasmid transformation protocol, we have not yet been able to perform genome transplantation.Concurrently, we have developed an alternative strategy for genome editing that does not depend on transplantation. This approach, named "Genomic Transfer - Recombinase-Mediated Cassette Exchange" (GT-RMCE), is used to capture in a vector a section of the edited bacterial genome borne by the yeast. This vector is then transformed into M. pneumoniae, and through to the Cre-lox system the edited section is introduced into the genome. This mechanism allows to carry out large-scale modifications, and is currently used to introduce into M. pneumoniae the ΔMPN372, ΔMPN400 and ΔMPN372-ΔMPN400 deletions produced by CReasPy-cloning. We also used the GT-RMCE to generate a strain of M. pneumoniae carrying two copies of the S10 ribosomal operon.Overall, the M. pneumoniae genome engineering tools developed during this thesis constitute a significant step towards the construction of new bacterial chassis

Les mycoplasmes sont des bactéries pathogènes, dotées de petits génomes d’environ 1Mbp, avec une faible teneur en G+C. L'intérêt de la communauté scientifique pour ces bactéries a été récemment renouvelé par des avancées dans les domaines de la synthèse et de la transplantation de génomes. Ces nouvelles approches ont ouvert la voie à l'ingénierie génomique à grande échelle des mycoplasmes. Les systèmes CRISPR/Cas sont des systèmes de défense adaptatifs procaryotes contre les acides nucléiques invasifs. Le système CRISPR de Streptococcus pyogenes est composé d’une endonucléase (SpCas9) et de deux CRISPR ARNs (crRNA et tracrRNA) qui dirigent Cas9 vers sa séquence d’ADN cible. La reconnaissance de l’ADN cible se fait par appariement du crRNA et de la présence en aval d’une séquence nommée protospacer adjacent motif (PAM). Apres cette reconnaissance, Cas9 coupe l’ADN cible. A partir de ce système, un outil génétique simplifié composé de Cas9 et d’un ARN guide (gRNA) a été développé pour de nombreux organismes. Le premier objectif de ma thèse était de combiner les méthodes de biologie synthétique de clonage et de la transplantation de génomes avec les outils CRISPR/Cas9 pour l’ingénierie des génomes de mycoplasmes clonés dans la levure. Nous avons réussi à utiliser cette approche pour enlever des gènes et des régions génomiques dans trois espèces: Mycoplasma mycoides subsp. capri (Mmc), M. capricolum subsp. capricolum et M. pneumoniae. Afin de développer un système plus adapté aux mycoplasmes, nous avons ensuite caractérisé le système CRISPR/Cas9 de Mycoplasma gallisepticum (Mg). En utilisant une combinaison d'approches in silico et in vivo, la séquence PAM de MgCas9 a été caractérisée comme NNNAAAA. Nous avons alors entrepris de développer un système CRISPR/Cas minimal de M. gallisepticum pour une utilisation directe dans les cellules de mollicutes: le gène codant MgCas9 a été introduit dans le génome de Mmc, mais son activation avec un gRNA chimère entre le crRNA et le tracrRNA de M. gallisepticum n’a pas été obtenue pour le moment
Mycoplasmas are small pathogenic bacteria that are characterized by reduced genomes of about 1 Mbp with a low G+C content. The interest of the scientific community towards these species has been recently renewed by successful synthesis of their genome and transplantation experiments. These new genetic tools opened the way to further applications and developments for large-scale genome engineering programmes. CRISPR/Cas systems are natural systems that provide bacteria and archaea with an adaptive defense mechanism against invading nucleic acids. The CRISPR system from Streptococcus pyogenes includes an endonuclease (SpCas9) and two CRISPR RNAs (crRNA et tracrRNA) which role are to drive Cas9 to a target sequence. Target recognition depends on a specific pairing of the crRNA and the presence of a motif named protospacer adjacent motif (PAM). After recognition, Cas9 cleaves the targeted DNA. From the natural S. pyogenes system, a simplified genetic tool including Cas9 and a guide RNA (gRNA) was developed for many organisms . The first goal of my thesis was to combine the synthetic biology methods of genome cloning in yeast and back transplantation into recipient cells with a CRISPR/Cas9 tool for efficient engineering of mycoplasma genomes cloned in yeast. We succeeded in removing genes and genomic regions in three different species, Mycoplasma mycoides subsp. capri (Mmc), M. capricolum subsp. capricolum and M. pneumoniae. Then, in order to develop a system optimized for mycoplasma genome editing, we characterized a natural CRISPR/Cas9 system derived from Mycoplasma gallisepticum (Mg). Using a combination of in silico and in vivo approaches, MgCas9 PAM sequence was characterized as NNNAAAA. We then started to develop a minimal CRISPR/Cas system from M. gallisepticum for direct genome editing in mollicutes. Thus we introduced MgCas9 encoding gene in Mmc and tried to activate it with a newly designed gRNA, a chimeric molecule between the crRNA and the tracrRNA of M. gallisepticum, without success yet

Deinococcus geothermalis est un organisme non-model intéressant pour les bio-productions de part sa résistance extrême et ses capacités de fermentation partant de diverses sources de carbone. Cependant les outils d’ingénierie permettant une fine maîtrise des voix métaboliques restent limités pour cet organisme. Le but de ce travail de thèse, est d’essayer de surpasser cet obstacle à travers l’observation des motifs génétiques et de leur organisation. L’analyses de ces motifs a été menée via deux approches. La première est l’étude de l’impact de la position dans le génome sur l’expression d’une cassette reportrice. Grâce à une collection de 150 souches, nous avons observé que l’expression est plus forte au niveau de l’origine de réplication que du terminus. Une autre observation concerne la présence de zone de forte expression réparties symétriquement le long du chromosome. La seconde approche est l’analyse des motifs génétiques en cas de stress grace outil GREAT:SCAN:patterns. Ces motifs sont fortement liés régulation de l’expression des gènes et sont des points intéressant pour l’ingénierie du génome. En analysant les résultats de différentes conditions de stress ainsi que les régulons décrits dans la littérature, nous avons pu observer que des stress voisins partagent les mêmes motifs et que ces motifs semblent conservés chez des organismes distants. Ces deux approches ont permis de déterminer des positions d’insertion dans le génome intéressantes pour l’ingénierie métabolique
Deinococcus geothermalis is a non-model organism of high interest for bio-manufacturing since it shows a extreme resistance and good capacities for fermentation process on different carbon sources. However the engineering tools are limited to finely tuned metabolic pathways for bio-productions. This PhD work aims at contributing to overcome this obstacle through a whole-genome approach to the issue of understanding the genomic organization of D. geothermalis and defined interesting genomic locations. The whole-genome approach is based on the existence of genome-scale patterns that were analyzed in two different ways. A first approach consisted of studying the influence of the genome location on the expression of a reporter cassette. On a library of over 150 strains, the expression is higher near the origin of replication than near the terminus, a common observation. However, other hot spots of expression along the genome additionally appeared with a symmetric distribution about the origin of replication. The second approach consisted of analyzing the genomic patterns under stress through the in-house GREAT:SCAN:patterns software. These patterns interrelate with gene expression regulation and are an interesting key for genome engineering. Testing different stress conditions and considering the matching regulons as described in the literature, it appeared that related stresses share genomic patterns. Moreover these patterns tend to be conserved between distant organisms. These two approaches lead to define interesting genome loci for inserting genes encoding the enzymes of a pathway, with a view to metabolic engineering